Metilação do DNA

A metilação do ADN (não devem ser confundidas com a metilação das histonas) é uma ferramenta de sinalização comum epigenética que as células utilizam para bloquear genes na posição “off” (Autor: revistageo.uol.com.br)

Existem muitas maneiras pelas quais a expressão do gene é controlada em eucariotas, mas a metilação do DNA (não devem ser confundidas com a metilação das histonas) é uma ferramenta de sinalização comum epigenética que as células utilizam para bloquear genes na posição “off”.

Nas últimas décadas, os pesquisadores têm aprendido muito sobre a metilação do ADN, incluindo a forma como ela ocorre e onde ocorre, e eles também descobriram que a metilação é um componente importante em muitos processos celulares, incluindo o desenvolvimento embrionário, inactivação do cromossoma X e apreservação da estabilidade cromossómica.

Tendo em conta os diversos processos em que a metilação desempenha um papel, não é surpreendente que os investigadores costumem associar também erros na metilação a uma variedade de consequências devastadoras, incluindo várias doenças humanas.

Antes de 1980, houve um número de pistas que sugeriam que a metilação poderia desempenhar um papel na regulação da expressão do gene.

Pouco depois os pesquisadores McGhee e Ginder publicaram os seus resultados  demonstrando que não era a remoção de resíduos de citidina que isoladamente resultava em alterações na diferenciação celular, mas sim apenas os análogos que impactaram a metilação resultando em alterações.

Estas experiências abriram a porta para os pesquisadores a entender melhor, principalmente para entenderem exatamente como a metilação afeta a expressão genética e a diferenciação celular.

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Onde Ocorre a Metilação do ADN

Onde Ocorre a Metilação do DNA

Hoje em dia, os investigadores sabem que a metilação do DNA ocorre nas bases de citosina do DNA eucariótico, os quais são convertidos em 5-metilcitosina por enzimas de DNA metiltransferase (DNMTs).

Os resíduos de citosina alterada são geralmente adjacentes a um nucletídeo guanina, o que resulta em dois resíduos de citosina metilados sentados na diagonal para o outro em oposição a cadeias de ADN.

A metilação pode ser observada por coloração das células com um anticorpo marcado por imunofluorescência 5-metilcitosina.

Nos mamíferos, a metilação é encontrado esparsamente mas globalmente, distribuídas em sequências CpG definidas ao longo de todo o genoma, com a exceção de ilhas de CpG, ou de determinados troços (aproximadamente 1 quilobase de comprimento) em que um elevado teor de CpG são encontrados. 

A metilação de uma destas sequências pode levar ao silenciamento de genes inapropriados, tais como o silenciamento de genes supressores de tumores em células de cancro.

Os papéis e metas de metilação do DNA variam entre os reinos dos organismos. Como observado anteriormente, entre o reino Animalia, os mamíferos tendem a ter padrões de metilação de CpG bastante distribuídos globalmente.

Por outro lado, animais invertebrados têm, geralmente, um “mosaico” padrão de metilação, onde as regiões de ADN fortemente metilado são intercaladas com regiões não metilado.

No reino Plantae são os eucariotas os mais altamente metilados, com até 50% dos seus resíduos de citosina expositores de metilação. Curiosamente, em fungos, apenas as sequências de ADN repetitivas são metiladas, e em algumas espécies, a metilação é completamente inexistente.

Genes de galinhas que suportam altas temperaturas

 

Unesp de Jaboticabal participa de pesquisa

 

Do G1 São Carlos e Araraquara

03/02/2017

Pesquisa coletou sangue de mais de 60 tipos de aves do sítio

Um sítio em Porto Ferreira, SP, está no foco de pesquisadores norte-americanos. Lá, há um sítio onde são criadas mais de 150 variedades de galinhas resistentes ao calor. Os pesquisadores querem descobrir quais genes possuem relação com essa tolerância a altas temperaturas.

O frango de granja geralmente não tolera temperatura maior que 27º, mas as galinhas criadas em Porto Ferreira resistem até mais do que 40º. O ambiente onde elas ficam não é climatizado.

Variedades
São 156 variedades de galinhas da Ásia, da Europa e da América do Sul, todas puras. A característica de suportar mais calor despertou o interesse do biólogo molecular Carl Schmidt, da universidade de Delaware, nos Estados Unidos.

Em parceria com a Universidade Estadual Paulista (Unesp) de Jaboticabal, ele coletou o sangue de mais de 60 tipos de aves da propriedade para fazer um mapeamento genético.

A pesquisa começou há 6 anos e a equipe já passou por três países: Quênia, Uganda e Ruanda, todos com temperaturas parecidas. A visita ao Brasil é a ultima parte do estudo.

Genes
O pesquisador norte-americano explicou que ao comparar as aves da América do Sul com as da África, ele pretende encontrar os genes que foram selecionados pela natureza e que fizeram com que essas aves conseguissem sobreviver a esse tipo de clima.

Para o criador, conhecer o DNA das aves vai ajudar a aumentar a produção. “Não teve a mutação que hoje, por exemplo, o frango de corte sofreu. Então vai ajudar não só aos criadores de raça pura, mas a própria avicultura comercial que existe”, disse Mário Salviato.

Publicado originalmente em
http://g1.globo.com/sp/sao-carlos-regiao/noticia/2017/02/pesquisa-analisa-genes-de-galinhas-que-suportam-altas-temperaturas.html 

Article alert  Artigos para baixar!!! The following new articles have just been published in BMC Biology For articles which have only just been published, you will see a 'provisional PDF' corresponding to the accepted manuscript. A fully formatted PDF and full text (HTML) version will be made available soon.

Review     Gene regulation by the act of long non-coding RNA transcription Kornienko AE, Guenzl PM, Barlow DP, Pauler FM BMC Biology 2013, 11:59 (30 May 2013) [Abstract] [Full text] [PDF]

Research article     Demecology in the Cambrian -- synchronized molting in arthropods from the Burgess Shale Haug JT, Caron J, Haug C BMC Biology 2013, 11:64 (30 May 2013) [Abstract] [Provisional PDF]

Biologia molecular

Desenvolvimento Embrionário Humano

05/09/2011

Fecundação Espermatozóides recém ejaculados são incapazes de fecundar ovócitos secundários. Eles precisam passar por um processo de ativação, um período de sete horas de condicionamento conhecido como capacitação. Durante esse processo, as glicoproteínas são removidas as superfície do acrossomo. Após a capacitação, os espermatozóides não exibem mudança morfológica, mas mostram-se mais ativados e capazes de penetrar na corona radiata e zona pelúcida que envolvem o ovócito secundário. Em geral, os espermatozóides são capacitados no útero e nas tubas uterinas, por substâncias contidas nas secreções destas partes do trato genital feminino. Quando os espermatozóides capacitados entram em contato com a corona radiata, envolvem o ovócito secundário. Este sofre mudanças que resultam no desenvolvimento de perfurações nos seus acrossomos. Essas mudanças conhecidas como reações acrossômicas, estão associadas à liberação de enzimas. A fertilização numa seqüência de eventos que começam com o contato de um espermatozóide e um ovócito secundário, terminando com a fusão dos núcleos do espermatozóide e do óvulo e a conseqüente mistura dos cromossomos maternos e paternos na metáfase da primeira divisão mitótica do zigoto. Fases da Fertilização O espermatozóide passa pela corona radiata formada pelas células foliculares. A dispersão destas células resulta principalmente da ação de enzimas, em especial a hialuronidase, liberadas do acrossoma do espermatozóide; O espermatozóide penetra na zona pelúcida seguindo o caminho formado por outras enzimas liberadas do acrossoma; A cabeça do espermatozóide entra em contato com a superfície do ovócito e as membranas plasmáticas de ambas as células se fundem. As membranas rompem-se na área de fusão, criando um defeito através do qual o espermatozóide pode penetrar no ovócito; O ovócito reage ao contato com o espermatozóide de duas maneiras: • a zona pelúcida e a membrana plasmática do ovócito se alteram de modo a impedir a entrada a outros espermatozóides; • o ovócito completa a segunda divisão meiótica liberando o segundo corpo polar; Os pronúcleos masculinos e femininos aproximam-se um do outro, perdem suas membranas nucleares e se fundem formando uma nova célula diplóide, o zigoto.   Clivagem do zigoto A clivagem do zigoto consiste em repetidas divisões do zigoto. A divisão mitótica do zigoto em duas células-filhas chamadas blastômeros, começa poucos dias depois da fertilização. Por volta do terceiro dia, uma bola sólida de dezesseis ou mais blastômeros está constituída a mórula. A mórula cai no útero; entre suas células penetra um líquido proveniente da cavidade uterina. Com o aumento do líquido há a separação das células em duas partes: camada externa: trofoblasto; grupo de células centrais: massa celular interna e a camada interna - embrioblasto. No quarto dia os espaços repletos de líquidos fundem-se para formar um único e grande espaço conhecido  como cavidade blastocística, o que converte a mórula em um blastocisto. No quinto dia a zona pelúcida degenera e desaparece, o blastocisto prende ao epitélio do endométrio em torno do sexto dia, geralmente pelo pólo embrionário. Com o progresso da invasão do trofoblasto este forma duas camadas: um citotrofoblasto interno (trofoblasto celular); sinciciotrofoblasto externo - produzem substâncias que invadem o tecido materno, permitindo que blastocisto penetre no endométrio. Ao final da primeira semana, o blastocisto está superficialmente implantado na camada compacta do endométrio, nutrindo-se do sangue materno e dos tecidos endometriais erudidos. No oitavo dia, células migram do hipoblasto e formam uma fina membrana exoceloma que envolve a cavidade exocelômica, formando o saco vitelino primário. Nono dia: espaços isolados ou lacunas aparecem no sinciciotrofoblasto, que logo é preenchido por uma mistura de sangue dos capilares maternos rompidos e secreções das glândulas endometriais erodidas. Algumas células, provavelmente provenientes do hipoblasto, dão origem ao mesoderma extra-embrionário, uma camada de tecido mesenquimal frouxo em torno do âmnio e do saco vitelínico primário. No décimo dia, o blastocisto implanta-se lentamente no endométrio. Por volta do décimo dia são visíveis espaços isolados no interior do mesoderma extra-embrionário, estes espaços fundem-se rapidamente para formar grandes cavidades isoladas de celoma extra-embrionário. Pelo décimo primeiro dia as lacunas sinciciotrofoblásticas adjacentes se fundiram para formar redes lacunares intercomunicantes. Com a formação do celoma extra-embrionário, o saco vitelino primitivo diminui de tamanho resultando num saco vitelino secundário menor. No décimo segundo dia o sangue materno infiltra-se nas redes lacunares e logo começa a fluir através do sistema lacunar, estabelecendo uma circulação útero-placentário primitiva. Enquanto a cavidade amniótica aumenta, forma-se a partir de amnioblastos que se diferencia de células citotrofoblásticas, uma membrana fina, o âmnio. No décimo terceiro dia a superfície endometrial se degenera e recobre o coágulo. Ocorre a implantação intersticial. Enquanto a cavidade amniótica vai sendo formada, acontece na massa celular interna mudanças internas que vão resultar na formação de um disco embrionário achatado e essencialmente circular, composto por duas camadas: o epiblasto formado por células colunares altas voltadas para a cavidade amniótica, e hipoblasto, formado por pequenas células cubóides voltadas para a cavidade blastocística. No décimo quarto dia forma-se o mesoderma somático extra-embrionário e as duas camadas de trofoblasto que constituem o córion. Forma-se as vilosidades coriônicas primárias. Surge um espessamento no hipoblasto chamada placa pré-cordal (futura região cranial do embrião e boca, ou seja, organizador da cabeça).  Bibliografia consultada HOUILLON, C. (1972) Sexualidade. Trad.: Marcos Guimarães Ferri. 1.ed. São Paulo:      Editora da Universidade de São Paulo. HAMILTON, W.J., BOYD, J.D., MOSSMAN, H.W. (1968)  Embriología Humana. Trad.: Dra. María Teresa Sabattini; Dr. Aníbal Jorge Sánchez. 3.ed. Buenos Aires-Argentina: Editorial Inter-médica.

A carteira de identidade da vida

Um pequeno trecho do genoma das mitocôndrias presentes nos seres vivos é capaz de distinguir espécies com alto grau de precisão. Em sua coluna deste mês, Jerry Borges fala sobre esse método, denominado código de barras de DNA, e suas aplicações.

Por: Jerry Carvalho Borges

Publicado em 01/04/2011 | Atualizado em 07/04/2011

A metodologia conhecida como código de barras de DNA permite fazer identificações taxonômicas por meio da análise de uma sequência genética específica. (imagem: Sofia Moutinho)

A série de ficção científica Jornada nas Estrelas, criada no início da década de 1960 pelo escritor norte-americano Eugene ‘Gene’ Roddenberry (1921-1991), antecipou várias descobertas e inovações tecnológicas. Uma delas é bastante lembrada atualmente: um aparelhinho denominado ‘tricorder’.
Essa engenhoca era usada para examinar e identificar formas de vida alienígenas a partir de amostras coletadas. Com pedacinhos de pêlos, escamas ou outra coisa qualquer era possível saber se um lagarto, um monstro peludo ou outra forma de vida alienígena havia passado pelas redondezas.

Cinco décadas depois, vários laboratórios mundo afora têm se dedicado a desenvolver uma tecnologia que se utiliza de amostras mínimas presentes na terra, na água ou em locais menos ortodoxos como as fezes e carcaças de animais para identificar a presença de formas vivas.
Esses cientistas procuram mitocôndrias, organelas celulares usadas na produção de energia. Essas estruturas descendem de bactérias que estabeleceram residência no interior celular há cerca de 2 milhões de anos e são conhecidas por manter dentro de si um genoma bastante modesto. Elas contam com um repertório de apenas 37 genes, número muito pequeno se comparado aos mais de 25 mil genes presentes no núcleo de nossas células.
Dentro do genoma mitocondrial, há uma região com 648 nucleotídeos que tem informações para a síntese da enzima citocromo C oxidase (COI), associada aos passos finais da respiração celular. Esse pequeno trecho pode ser usado para distinguir espécies próximas, como humanos e chimpanzés. Além disso, pode auxiliar na classificação de novas espécies e facilitar a separação de populações animais classificadas – sobretudo por meio de características anatômicas – como uma única espécie.

As mitocôndrias, organelas celulares usadas na produção de energia, abrigam uma região em seu genoma capaz de identificar de forma única diferentes espécies. (foto: Louisa Howard)

Um exemplo recente dessa aplicação é a borboleta Astrapes fulgerator. Após a análise dessa região gênica, essa pequena borboleta azulada teve as várias de suas populações, que habitam ambientes separados e têm comportamentos e dietas distintos, subdivididas em dez espécies diferentes.

Código de barras genético

Esse trecho do genoma mitocondrial é usado em uma metodologia chamada código de barras de DNA (ou, em inglês, DNA barcode). O termo é uma denominação recente de uma metodologia usada há algum tempo que se vale de uma sequência específica de DNA na tentativa de se fazer identificações taxonômicas. Na verdade, essa terminologia nem é tão nova, pois foi usada pela primeira vez em 1993 por David Arnot, da Universidade de Edinburgo (Escócia), em um trabalho científico de pouca repercussão.

A ‘era de ouro’ dos estudos com o código de barras de DNA iniciou-se em 2003, após a publicação de pesquisas coordenadas por Paul Hebert, da Universidade de Guelph (Canadá). Posteriormente, vários grupos de pesquisa passaram a utilizar essa região gênica para a realização de suas análises e se estabeleceu um consórcio internacional (denominado Barcode of Life Initiative) para incentivar, coordenar análises e criar padrões metodológicos para pesquisas sobre código de barras de DNA.
A especificidade desse método, embora variável entre os diferentes grupos animais analisados, é bastante elevada: é possível separar corretamente cerca de 97% das análises realizadas.

Quatro diferentes espécies de mariposas identificadas a partir de análises de código de barras de DNA. (fotos: Wilson JJ et al/ CC BY 3.0)

Apesar disso, muitos dos adversários da utilização do código de barras de DNA afirmam que a classificação de qualquer espécie viva (ou não!) pode ser realizada por meio dos métodos tradicionais da sistemática ou taxonomia, com o auxílio ocasional de uma análise mais extensa do genoma do animal a ser classificado.
Os adeptos do emprego do código de barras, por sua vez, argumentam e enfatizam a efetividade do método que, mesmo utilizando porções reduzidas de DNA, é capaz de produzir informações suficientes para definir a classificação de amostras ao nível de espécie. Além disso, essa metodologia tem a facilidade de utilizar amostras muito diminutas.
Mas esse método enfrenta alguns problemas. Primeiro, depende do estabelecimento de coleções confiáveis com amostras das espécies a serem avaliadas, uma vez que as análises são feitas por comparação com amostras previamente depositadas.
Para plantas, o uso da tecnologia do código de barras de DNA ainda é controverso. Diversas estratégias têm sido propostas, utilizando-se uma região única do DNA dos cloroplastos ou uma combinação de diversas regiões.

Um identificador sem igual

A escolha da região do DNA mitocondrial associada à síntese da enzima COI para as análises é normalmente feita porque permite a obtenção de resultados melhores do que outros locais.

Pesquisadores da área dizem que COI tem características específicas que a tornam um ótimo alvo para as pesquisas de código de barras de DNA. Uma delas é o fato de essa enzima ter assumido as suas formas atuais no período em que as espécies derivaram de seu ancestral comum. É provável, segundo alguns cientistas, que essa região gênica tenha alguma relação direta ou indireta com essa especiação ou com a incompatibilidade reprodutiva entre indivíduos em processo de diferenciação.
Por definição, a região usada nas análises dos códigos de barra de DNA se constitui em um identificador único. Entre dois homens, por exemplo, ela varia em apenas cerca de duas posições. Já entre a nossa espécie e os chimpanzés ocorrem diferenças em 60 posições e entre nós e os gorilas, mais distantes filogeneticamente, há 70 diferenças. Esse mesmo padrão é encontrado entre as centenas de milhares de espécies já analisadas.
Os taxonomistas não são os únicos que podem se beneficiar da tecnologia do código de barras de DNA.
Engenheiros alimentares e outros profissionais da área podem empregar o método para avaliar a qualidade dos alimentos e verificar contaminações por patógenos. Uma pesquisa nessa área, por exemplo, indicou que 23% das amostras de caviar negro vendidas nos Estados Unidos estavam rotuladas erroneamente indicando que o produto havia sido retirado de outra espécie, algumas – como o Acipenser sturgeon – ameaçadas de extinção.

Ecólogos têm usado o método do código de barras de DNA em fezes de animais para avaliar a distribuição de tigres-siberianos – felinos ameaçados de extinção – na Ásia. (foto: Malene Thyssen/ CC BY-SA 3.0)

Ecólogos, por sua vez, têm utilizado a capacidade analítica do código de barras de DNA para, a partir de amostras de fezes, mensurar o grau de expansão de espécies invasoras como a rã-touro ou de populações de lobos na Europa ou a distribuição de leopardos da Manchúria e de tigres-siberianos na Ásia – ambos ameaçados de extinção.

Outros cientistas usam o código de DNA para a identificação de espécies de difícil classificação, como formas larvais de mosquitos transmissores de doenças ou de nematódeos, pragas de culturas comerciais. Ainda há pesquisas que monitoram o comércio ilegal de produtos animais, como peles ou carne de espécies ameaçadas.

Material coletado em sítios arqueológicos e em cavernas pode dar pistas de seres que viveram anteriormente nesses locais. Por exemplo: análises de código de barras de DNA de amostras retiradas de sedimentos siberianos têm indicado que a região era habitada no passado por mamutes, bois almiscarados (Ovibos moschatus), veados e lemingues (Lemmus lemmus).
Amostras de água ou de solo têm sido usadas para análises de biodiversidade. A vantagem do exame dessas amostras por meio do código de barras de DNA é o seu baixo custo e a facilidade metodológica, aliados com a necessidade de coleta de pouco material para análise e a obtenção de resultados bastante amplos.
Os resultados obtidos em menos de uma década de pesquisas com código de barras de DNA indicam que essa poderosa metodologia irá nos brindar com pistas essenciais para podermos solucionar vários dos mistérios da natureza. E talvez, daqui a algum tempo, todos teremos nosso próprio tricorder para analisar o mundo que nos cerca.

Jerry Carvalho BorgesDepartamento de Medicina Veterinária
Universidade Federal de Lavras
Este texto foi atualizado para incluir a seguinte alteração:

No quarto parágrafo, afirmava-se que as mitocôndrias descendem de bactérias que estabeleceram residência no interior celular há cerca de 2 milhões de anos. O correto, no entanto, é 2 bilhões de anos, como alertou o leitor Leo Fiusa. (7/3/2011)

Sugestões para leitura:
Arnot, D.E. et al. (1993). Digital codes from hypervariable tandemly repeated DNA sequences in the Plasmodium falciparum circumsporozoite gene can genetically barcode isolates. Mol. Biochem. Parasitol. 61, 15–24
Chase, M.W. et al. (2007). A proposal for a standardised protocol to barcode all land plants. Taxon 56, 295–299
 Ficetola, G.F. et al. (2008). Species detection using environmental DNA from water samples. Biol. Lett. 4, 423–425
Floyd, R. et al. (2002). Molecular barcodes for soil nematode identification. Mol. Ecol. 11, 839–850
Hebert, P.D.N. et al. (2003). Barcoding animal life: cytochrome c oxidase subunit 1 divergences among closely related species. Proc. Biol. Sci. 270, S96–S99
Neher, D.A. (2001). Role of nematodes in soil health and their use as indicators. J. Nematol. 33, 161–168
Sugimoto, T. et al. (2006). Species and sex identification from faecal samples of sympatric carnivores, Amur leopard and Siberian tiger, in the Russian Far East. Conserv. Genet. 7, 799–802
Valie`re, N. et al. (2003). Long distance wolf recolonization of France and Switzerland inferred from non-invasive genetic sampling over a period of 10 years. Anim. Conserv. 6, 83–92

Por dentro das pequenas moléculas

22/9/2010

Por Alex Sander Alcântara

Agência FAPESP – “A biologia é milenar. O homem já fazia biotecnologia quando começou a produzir vinho, por exemplo”, disse Carlos Bloch Jr., pesquisador da Embrapa Recursos Genéticos e Biotecnologia, unidade da Empresa Brasileira de Pesquisa Agropecuária, durante o Workshop sobre Biodiversidade Marinha, realizado este mês na FAPESP.

O pesquisador apresentou no evento técnicas de prospecção de moléculas, com destaque para a espectrometria de massa para análise e síntese de peptídeos.

A pesquisa coordenada por ele pode servir de base na produção de alimentos que sejam mais bem assimilados, além de possibilitar o desenvolvimento de embalagens com propriedades anticongelantes e antimicrobianas.

As fontes de moléculas são as mais variadas. O grupo utiliza informações moleculares provenientes de bancos de dados e projetos genoma que podem ser sintetizados quimicamente e submetidos a testes de atividade in vitro. Os pesquisadores demonstraram que certas moléculas podem mudar de forma com alterações ambientais e, consequentemente, apresentar nova função.

Um exemplo está no leite materno, que tem como molécula principal uma proteína chamada de caseína. Segundo Bloch Jr., durante o processamento enzimático dessa proteína ocorre a liberação de fragmentos proteicos cuja atividade biológica é completamente diferente da molécula original.

“Parece que há dois sistemas enzimáticos de liberação dessas atividades a partir de algo maior: um sistema do próprio organismo (endógeno) e outro que vem de sua associação simbiótica com uma dada microbiota (exógeno)”, explicou.

Segundo ele, as ferramentas de espectrometria de massa, de ressonância magnética nuclear e de cromatografia, entre outras, mudaram a noção de como fazer prospecção de moléculas. “Atualmente, essas técnicas permitem uma resolução sem precedentes a partir de quantidades nanomolares”, disse.

Ao analisar genomas, os pesquisadores perceberam que precisam investigar à luz dessa capacidade de retirar de moléculas maiores informações que estavam codificadas ou “encriptadas”.

“O que propomos é uma prospecção dentro do próprio genoma, ou seja, saber o que tem dentro do genoma que pode ser liberado enzimaticamente e que apresenta outro tipo de atividade inesperada”, disse, salientando que, apesar disso, nem toda proteína pode gerar peptídeos bioativos.

O pesquisador da Embrapa cita como outro exemplo a uva usada na produção de vinho. “Quando se coloca uma levedura para fermentar o suco da uva, em um primeiro momento as eventuais notas enológicas do produto final (o vinho) só puderam ser ‘liberadas’ da matéria-prima (o suco das uvas) a partir de uma ação enzimática exógena, ou seja, do microrganismo utilizado no processo de fermentação”, disse.

O pesquisador acrescenta que notas de caramelo, ou de frutas vermelhas ou de manteiga, por exemplo, surgiram porque foram “desencriptadas” a partir de moléculas mais complexas, com o auxílio de atividades enzimáticas.

Alguns alimentos, segundo Bloch Jr., têm moléculas que não se sabia que estavam presentes. Essas estão guardadas (“encriptadas”) e são liberadas no local certo por atividades enzimáticas, seja pelo próprio organismo que recebe alimento ou por atividade enzimática da microbiota presente no trato digestório dos animais.

“Quando alguém come um pedaço de carne, sabemos que a digestão gera proteínas. Mas saber isso é pouco. O que organismo faz de fato? Esse processo ainda é uma caixa-preta”, afirmou.